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Dokumentenidentifikation DE19609479A1 18.09.1997
Titel Endotoxin-spezifische Membranen
Anmelder Gesellschaft für Biotechnologische Forschung mbH (GBF), 38124 Braunschweig, DE
Erfinder Anspach, Birger, Dr., 38124 Braunschweig, DE;
Petsch, Dagmar, 38124 Braunschweig, DE;
Beeskow, Thomas, 38124 Braunschweig, DE;
Deckwer, Wolf-Dieter, Prof. Dr., 38124 Braunschweig, DE
Vertreter Patentanwälte Dr. Boeters, Bauer, Dr. Meyer, 81541 München
DE-Anmeldedatum 11.03.1996
DE-Aktenzeichen 19609479
Offenlegungstag 18.09.1997
Veröffentlichungstag im Patentblatt 18.09.1997
IPC-Hauptklasse B01D 69/02
IPC-Nebenklasse C02F 1/44   B01D 61/14   A61M 1/16   
Zusammenfassung Die Erfindung betrifft eine Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüssigen Medien, insbesondere Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien, die durch kovalent gebundene Liganden für Endotoxine, wobei die Liganden von einem Polymeren getragen werden, das auf der Membran aufgebracht ist, gekennzeichnet ist.

Beschreibung[de]

Die Erfindung betrifft eine Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüssigen Medien sowie die Verwendung dieser Mikrofiltrationsmembran.

Endotoxine sind Lipopolysaccharide aus der äußeren Zellmembran Gram-negativer Bakterien, die als Pyrogene wirken. Aufgrund der Allgegenwärtigkeit von Bakterien sind auch Endotoxine ubiquitär. Sie können im Gegensatz zu Bakterien jedoch nicht durch Standard-Methoden wie Sterilfiltrieren oder Autoklavieren entfernt bzw. unschädlich gemacht werden (1). Aus diesem Grund ist steril nicht gleichbedeutend mit Endotoxin-frei. Besonders kritisch ist die Anwesenheit von Endotoxinen in Injektions- bzw. Infusionslösungen (Parenteralia), da sie intravenös appliziert bereits in Mengen von 1 ng pro kg Körpergewicht fiebererregend wirken. Die Symptomatik reicht bei entsprechend hoher Dosierung (z. B. durch großvolumige Parenteralia) bis zu schwerem Schock und Tod (2, 3). Daher schreiben fast alle Pharmacopöen neben der Keimfreiheit strenge Endotoxin-Höchstwerte vor: z. B. 0,2 EU pro mg Chloramphenicol zur Injektion oder nur 0,003 EU pro Heparin-Unit (4). Die Erfüllung dieser Forderungen bereitet in der Praxis einige Schwierigkeiten. Insbesondere die Produktion biologischer Arzneimittel kann nicht in allen Schritten Endotoxin-frei erfolgen. Als Endotoxin-Quellen kommen hauptsächlich in Frage:

  • - Rohstoffe wie Plasma oder Gewebe, die bereits Bakterien-kontaminiert sein können.
  • - Bei rekombinanten Produkten ist mit dem Eintrag von Host-spezifischen Endotoxin zu rechnen.
  • - Bakterielle Kontamination von Geräten, Filtern oder Hilfsstoffen während der Herstellung.


Die für thermostabile Wirkstoffe übliche Hitzedekontamination (30 Minuten bei 250°C) ist für die Präparate ebenso wenig geeignet wie Behandlung mit Säuren, Laugen oder stark oxidierenden Agenzien (H&sub2;O&sub2;) (1).

Beim Einsatz von Aktivkohle oder Tiefenfiltern wie ZETA PLUS sind häufig merkliche Produktverluste zu verzeichnen, so daß ihre Anwendung auf die Wasseraufbereitung beschränkt bleibt (5, 6).

Die Ultrafiltration hat als sehr schonende Methode große Popularität auf dem Gebiet der Endotoxin-Entfernung erlangt. Hierbei wird i. a. mit cut-offs von 10 000 oder 5000 gearbeitet, um auch monomere Bestandteile (MW ca. 14 000) wirkungsvoll abzutrennen, die neben hochmolekularen Aggregaten (bis zu mehreren Millionen Molekulargewicht) vorliegen. Trotzdem treten immer wieder Probleme mit niedermolekularen Spaltstücken auf, die ebenfalls pyrogen wirken (z. B. Lipid A). Das betrifft vor allem die Hämodialyse: Obwohl die Dialysepuffer ultrafiltriert werden, entwickeln z. B in den USA jährlich 400 000 Hämodialyse-Patienten septische Symptome (7). - Die Notwendigkeit der kleinen cut-offs beschränkt die Anwendung der Ultrafiltration zudem auf die Dekontaminierung niedermolekularer Substanzen (8).

Im Fall von hochmolekularen Produkten wie Pharmaproteinen, Albumin-Präparaten oder Heparin existieren nach wie vor große Schwierigkeiten: Treten in diesen Präparaten Endotoxin-Verunreinigungen auf, bleibt gegenwärtig nur die Möglichkeit des Reprozessierens, um den Vorschriften von FDA, USP oder EP gerecht zu werden.

Um dieses aufwendige Verfahren zu vermeiden, das Produkt aber trotzdem seiner Bestimmung zuzuführen, wurde die Möglichkeit geprüft, verseuchte Produkte über chromatographische Sorbentien mit Endotoxin-spezifischen Liganden selektiv zu dekontaminieren. Auch dies brachte nicht den gewünschten Erfolg: Bisher beschriebene Affinitätssorbentien mit His, Him, PMB als Liganden erwiesen sich trotz hoher bis sehr hoher Assoziationskonstanten bei hohen Endotoxin-Eingangskonzentrationen als nicht geeignet (9). Ferner wurde in Gegenwart von Proteinen konkurrierende Proteinadsorption beobachtet, die zu verringerten Endotoxin-Abreicherungsraten und teilweise hohen Proteinverlusten führte (insbesondere bei sauren Proteinen wie BSA). Literatur (1) S.K. Sharma

Endotoxin detection and elimination in biotechnology Biotechnol. Appl. Biochem. 8 (1986), 5-22

(2) N. Haeffner-Cavaillon, J.M. Cavaillon, L. Szabó Cellular receptors for endotoxin

Handbook of Endotoxins, Vol. 3: Biology of Endotoxins, 1-24

Elsevier Science Publishers B.V. (1985)

(3) D.C. Morrison, J.L. Ryan

Endotoxins and disease mechanisms

Ann. Rev: Med. 38 (1987), 417-32

(4) USP XXII Suppl. 5 (Nov. 1991)

(5) K.C. Hou, R. Zaniewski

Depyrogenation by endotoxin removal with positively charged depth filter cartridge

J. Parenteral Sci. Tech., Vol. 44, No. 4 (1990), 204-209

(6) CUNO Newsletter for Pharmaceuticals (Okt. 1995), S. 3

(7) B.P. Smollich, D. Falkenhagen, J. Schneidewind, S. Mitzner, H. Klinkmann

Importance of endotoxins in high-flux dialysis

Nephrol. Dial. Transplant 3 (Suppl.) (1991) 83-85

(8) E. Flindt

Pyrogenentfernung mittels Ultrafiltration

Memoscript CONCEPT-Symposium "Pyrogene II" (Juni 1983), S. 54-60

(9) F.B. Anspach, O. Hillbeck

Removal of endotoxins by affinity sorbents

J. Chromatogr. A 711 (1995), 81-92

Dieser Stand der Technik läßt sich erfindungsgemäß durch eine Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüssigen Medien, insbesondere Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien verbessern, wobei die Mikrofiltrationsmembran durch kovalent gebundene Liganden für Endotoxine gekennzeichnet ist, wobei die Liganden von einem Polymeren getragen werden, das auf der Membran aufgebracht ist.

Zur Membrantechnologie und auch Membranherstellung kann auf Ho & Sirkar (Herausgeber), Membrane Handbook, Verlag van Nostrand Reinhold, New York, 1992, verwiesen werden.

Bei den kovalent gebundenen Liganden kann es sich um

  • (a) einen endotoxin-spezifischen Liganden, vorzugsweise Histamin, Histidin, Polyethylenimin, Poly-L-lysin oder Polymyxin B und/oder
  • (b) einen per se nicht-endotoxin-spezifischen Liganden handeln, vorzugsweise Diaminohexan, Diethylaminoethyl oder Desoxycholat.


Bei dem Membranmaterial für die erfindungsgemäße Mikrofiltrationsmembran kann es sich um regenerierte Zellulose, Zelluloseacet, Polysulfon, Polyethylenvinylalkohol oder Polyamid handeln, insbesondere um Nylon.

Bei den Polymeren, das auf die erfindungsgemäße Mikrofiltrationsmembran aufgebracht ist, kann es sich um ein hydrophiles Polymere handeln, insbesondere um Dextran, Polyvinylalkohol oder modifizierte Zellulose, vorzugsweise Hydroxyethylzellulose.

Dieses hydrophile Polymere kann für sich wasserlöslich, in Wasser quellbar oder wasserunlöslich sein.

Das Polymere kann von der erfindungsgemäßen Mikrofiltrationsmembran mit Hilfe eines Spacers getragen werden. Auch die kovalent gebundenen Liganden können von einem Spacer getragen werden. Bei diesen Spacern kann es sich um Spacer handeln, die sich von Bisoxiran, Glutardialdehyd, Epihalogenhydrin oder Diisocyanat herleiten, gegebenenfalls nach oxidativer Aktivierung.

Zur Aktivierungs- und Immobilisierungschemie, die auch auf endotoxin-spezifische Liganden und Spacer eingeht, sei beispielsweise auf Hermanson, Mallia & Smith, Immobilized Affinity Ligand Techniques, Academic Press Inc., San Diego, 1992, verwiesen.

Erfindungsgemäß werden also Mikrofiltrationsmembranen vorgesehen, die in geeigneter Weise oberflächenmodifiziert sind und aus Wasser und wäßrigen Lösungen (Puffer, Proteinlösungen) Endotoxine entfernen. Die Oberflächenmodifikation kann im Aufbringen eines bifunktionellen kovalent gebundenen Spacers bestehen, der mit einem hydrophilen Polymeren umgesetzt wird, wobei unspezifische Wechselwirkungen der Membran, speziell mit Proteinen, reduziert werden. Das kovalent gebundene hydrophile Polymere kann mit endotoxin-spezifischen Liganden umgesetzt werden, gegebenenfalls über einen weiteren Spacer. Zum Prinzip der Oberflächenmodifikation der Membran vergleiche man Fig. 1.

Der Endotoxin-Abreicherungserfolg kann sich in Gegenwart von Proteinen als abhängig von der Nettoladung der Proteine erweisen. Durch Optimierung der Bedingungen (pH-Wert) können saure Proteine (wie BSA und Maus-IgG 1) vollständig dekontaminiert werden, und zwar ohne nennenswerte Verluste an Protein. Im Fall basischer Proteine (wie beispielsweise Lysozym und bFGF) lassen sich ebenfalls hohe Abreicherungen erzielen.

Polymer-gecoatete erfindungsgemäße Mikrofiltrationsmembranen mit kovalent gebundenen endotoxin-spezifischen Liganden können Endotoxine in einem Durchgang entfernen, und zwar auch aus hochbelasteten Lösungen (6000 EU ml-1).

Vom Prinzip her sind die Membranen entsprechend Fig. 1. aufgebaut. Zunächst wird über einen Spacer ein hydrophiles Polymer aufgebracht, das dann weiter, ggf. über einen Spacer, mit Endotoxin-spezifischen Liganden umgesetzt wird. Als Membranmaterialien kommen insbesondere infrage:

  • - Cellulose
  • - Polysulfon
  • - PEVA (Polyethylenvinylalkohol)
  • - Polyamide (speziell Nylon, wie z. B. N66)


Als Spacer eignen sich reaktive bifunktionale Verbindungen. Speziell geeignet sind:

  • - Bisoxiran
  • - Glutardialdehyd
  • - Epihalogenhydrine
  • - Diisocyanate


Zur Aktivierung der bei Verwendung von Bisoxiran und Epihalogenhydrin entstehenden vicinalen Diolbindung kann ggf. Oxidation durch Periodat angewandt werden, wobei eine Aldehydgruppe entsteht. Der an die Membran gebundene Spacer wird weiter umgesetzt mit hydrophilen Polymeren. Als solche kommen bevorzugt infrage:

  • - Dextran
  • - Polyvinylalkohol (PVA)
  • - Modifizierte Cellulosen, speziell Hydroxyethylcellulose (HEC)


Die weitere Reaktion erfolgt entweder direkt mit dem Endotoxinspezifischen Liganden oder wiederum über die Vermittlung eines der oben angeführten Spacer, ggf. nach dessen oxidativer Aktivierung. Als Endotoxin-spezifische Liganden wirken (s. Liste der Abkürzungen): DAH, Him, His, PEI, PLL, PMB. Auch die üblicherweise nicht endotoxin-spezifischen Liganden wie DEAE und DOC erwiesen sich in der Membrankonfiguration als hochspezifisch bei gleichzeitig hoher Wiederfindung der Proteine.

Die Leistungsfähigkeit der entwickelten Membranen geht aus den angeführten Beispielen hervor. Die Endotoxin-Entfernung kann fast immer als vollständig bezeichnet werden. Sie liegt in der Regel unter 1 EU ml-1, oft unterhalb der Nachweisgrenze mit dem LAL-Test.

An Kontrollmembranen (Nylon ohne Modifikation und mit aufgebrachtem hydrophoben Polymer mit oder ohne Spacer) ohne endotoxin-spezifischen Liganden wurde keine Endotoxinabreicherung erhalten.

Die neuen Membranen können eingesetzt werden zur Endotoxinentfernung aus Wasser und Parenteralia. Auch in Gegenwart von Proteinen werden gute Ergebnisse erzielt. Im Fall basischer Proteine ist allerdings zu berücksichtigen, daß Wechselwirkungen der Proteine mit dem Endotoxin auftreten können, die zu einer endotoxischen Maskierung führen können. Proteingebundenes Endotoxin kann mit dem LAL-Test nicht eindeutig nachgewiesen werden. In diesem Zusammenhang ist zu erwähnen, daß nicht endgültig geklärt ist, ob proteingebundenes Endotoxin noch toxisch wirkt.

Die erfindungsgemäßen Membranen können vielseitig angewandt werden.

Medizinisch-pharmazeutischer Bereich:

  • - Hämodialyse.
  • - Unbedenkliche Infusions- und Injektionslösungen (Parenteralia)
  • - Sichere Diagnostika (z. B. Antikörper).


In der Biotechnologie:

  • - Herstellung von Pharmaprodukten.
  • - Endotoxin-Abreicherung in Prozeßwasser und Rohstoffen.
  • - Dekontaminierung von Produkten (Aufwand für Prozessierung entfällt)

Methoden 1. Herstellung der Membranen

An Mikrofiltrationsmembranen auf Nylon-Basis (bevorzugt 0,45 µm oder größer) werden hydrophile Polymere, insbesondere Dextran, Polyvinylalkohol und Hydroxyethylcellulose kovalent gebunden. Im nächsten Schritt werden an die aufgebrachten Polymere endotoxinspezifische Liganden immobilisiert. Fig. 1 illustriert den Aufbau der Membranen.

1.1. Membran-coating am Beispiel von Dextran

Die Nylon-Membranen wurden zunächst mit Bisoxiran aktiviert:

Hierzu wurden sie sechzehn Stunden bei 80°C in einer Mischung von 9 ml Bisoxiran, 1 ml Ethanol und 1 ml 25 mM Natriumcarbonat-Puffer (pH 11) geschüttelt (Fig. 2a). Nach gründlichem Waschen wurde je eine Membran mit 5 ml einer 20-proz. Dextran 40 000-Lösung (pH 11) fünfzehn Minuten bei Raumtemperatur inkubiert (Fig. 2b). Anschließend wurden die Membranen 14 Stunden bei 120°C getrocknet. Um unspezifisch gebundenes Dextran zu entfernen, wurden die Membranen dreimal mit 0,1 M Natronlauge und weitere dreimal mit Wasser gewaschen.

Wie Fig. 3 zeigt, zeichnen sich die gecoateten Membranen durch signifikant geringere unspezifische Wechselwirkungen - ausgedrückt durch adsorbierte Menge Hämoglobin - aus.

Aus der Fig. 3 geht auch hervor, daß mit einem einfachen Dextran-coating nicht der gleiche Effekt erreicht werden kann wie mit PVA und HEC. Durch einen zweiten Layer kann weitere Verbesserung erzielt werden, während ein dritter Layer nur noch geringfügige Auswirkungen hat. Dextran wurde daher immer als Doppel-coating eingesetzt.

1.2. Immobilisierung von endotoxin-spezifischen Liganden

Die Liganden PLL, PMB und PEI wurden entweder direkt an die periodat-aktivierten Coating-Polymere oder nach Inkorporation eines periodat-oxidierbaren Spacers (Bisoxiran) immobilisiert. Das Vorgehen ist beispielhaft in Fig. 4 dargestellt. DEAE wurde ohne Spacer direkt an die Matrices gekoppelt, die anderen niedermolekularen Liganden wurden über Epibromhydrin gebunden.

1.2.1 PEI-Immobilisierung über Bisoxiran

Zur Aktivierung wurden die mit hydrophilen Polymeren gecoateten Membranen drei Stunden bei Raumtemperatur in einer Mischung aus 100 mg Natriumborhydrid, 5 ml Bisoxiran und 45 ml 1 M Natronlauge inkubiert. Nach Hydrolyse des freien Oxiranringes (30 Minuten Inkubation bei pH 2,5) und Periodatoxidation des erhaltenen vicinalen Diols (90 Minuten Inkubation in 0,2 M Natriumperiodat) wurden die Membranen zwei Stunden mit einer Lösung von 0,5 g PEI (MW 50 000) in 0,1 M Phosphatpuffer, die auf pH 8 eingestellt wurde, bei Raumtemperatur umgesetzt, so daß sich der in Fig. 1 gezeigte Aufbau ergibt. Abschließend wurde mit 1 M Natriumchlorid-Lösung und Wasser gewaschen.

1.2.2. Histidin-Immobilisierung

Histidin wurde über DAH an epibromhydrin-aktivierte gecoatete Membranen immobilisiert. Epibromhydrin-Aktivierung wurde wie für Bisoxiran beschrieben durchgeführt. Immobilisiertes DAH wurde durch 8-minütige Reaktion mit einer Mischung von 5 ml Epibromhydrin und 5 ml 4 M Natronlauge bei 90°C aktiviert und sofort bei 80°C mit L-Histidin umgesetzt (0,5 g L-Histidin in 20 ml Wasser, pH 12). Die fertige Membran wurde mit 1 M Natriumchlorid und Wasser gewaschen.

Entsprechende Vorschriften wurden angewandt für das Coating mit anderen Polymeren und die kovalente Bindung mit den anderen endotoxin-spezifischen Liganden.

2. Abreicherungsexperimente

Alle Untersuchungen zum Adsorptionsverhalten von Endotoxinen an den Membranen wurden bei Raumtemperatur im Dead-end-Modus durchgeführt.

Je eine Membranscheibe wurde am Boden einer Ultrafiltrationszelle (Membranfläche 13,4 cm²) fixiert und mit 30% ethanolischer 0,1 M Natronlauge, 1,5 M Natriumchlorid-Lösung und pyrogenfreiem Wasser gewaschen, um Endotoxin-Spuren zu entfernen. Nach Equilibrierung der Membran wurden jeweils 20 ml kontaminierter Lösung mit einer Flußgeschwindigkeit von 2 ml/min durch die Membran filtriert. Das Filtrat wurde gesammelt und im LAL-Test untersucht.

3. Endotoxintest

Zur Endotoxin-Quantifizierung in den Ausgangslösungen und Filtraten wurde ein chromogener Limulus Amöbozyt Lysat Test (LAL-Test) eingesetzt. Dieser Test beruht darauf, daß Endotoxin die Freisetzung des Chromogens p-Nitroanilin induziert, wobei zwischen der freigesetzten Menge p-Nitroanilin und der vorliegenden Endotoxin-Konzentration im Bereich 0 bis 1,2 EU/ml ein linearer Zusammenhang besteht. Aus der photometrischen p-Nitroanilin-Bestimmung kann mit Hilfe einer Kalibriergeraden (Standard-Endotoxin E. coli 0111 : B4) auf die Endotoxin-Konzentration der Proben geschlossen werden.

Der LAL-Test wurde in Europa 1985 von der Europäischen Arzneibuch-Kommission zur Prüfung auf Endotoxine eingeführt und ersetzt seit 1989 auch in der Monographie "Wasser für Injektionszwecke" den Kaninchen-Test.

Anwendungsbeispiele

1. (Fig. 5) Abreicherung aus hochbelasteten Pufferlösungen Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 7) mit 6000 EU/ml versetzt

Die mit -d gekennzeichneten Membranen stellen Membranen dar, bei denen auf Inkorporation eines Spacers verzichtet wurde.

2. (Fig. 6 bis 7) Abreicherung aus Endotoxin-angereicherten BSA-Lösungen

Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 4,66) mit 1 mg/ml BSA und 6610 EU/ml versetzt

Proteinwiederfindung BSA

3. (Fig. 8) Abreicherung aus Handels-BSA

Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 4,66) mit 1 mg/ml BSA

Endotoxinkonzentration 65 EU/ml

4. (Fig. 9 bis 10) Abreicherung aus Handels-Lysozym

Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 7) mit 1 mg/ml Lysozym Endotoxinkonzentration 134 EU/ml

Proteinwiederfindung Lysozym

5. (Fig. 11 bis 12) Abreicherung aus MAX 16 H 5

Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 5,5) mit 3 mg/ml Protein

Endotoxinkonzentration 62,5 EU/ml

Proteinwiederfindung IgG

6. Abreicherung aus bereits aufgereinigtem bFGF

Feed: 5 ml bFGF, das 9 EU/ml enthielt

Es wurde das Abreicherungsverfahren einer PEI-Membran untersucht. Im Filtrat waren noch 0,202 EU/ml nachweisbar.

7. Abreicherung aus Milli-Q-Wasser, das mit Endotoxin versetzt wurde

Feed: 1 l Wasser mit 270 EU/ml versetzt

Zur Abreicherung wurden eine PEI- und eine DAHHis-Membran eingesetzt.

PEI-Filtrat: < 0,015 EU/ml

DAHHis-Filtrat: 0,07 EU/ml Verwendete Abkürzungen BSA Rinderserumalbumin

bFGF basischer fibroblasten-Wachstumsfaktor

DAH Diaminohexan

DEAE Diethyl-aminoethyl

DEX Dextran

DEX/2 bezeichnet eine Membran, die zweimal nacheinander mit Dextran gecoatet wurde

DEX/3 bezeichnet eine Membran, die dreimal nacheinander mit Dextran gecoatet wurde

DOC Desoxycholat

EP Europäische Pharmacopö

EU Endotoxin-Unit

FDA Food and drug administration

HEC Hydroxyethylcellulose

Him Histamin

His Histidin

MW Molekulargewicht

N66 unbehandelte Nylon-Membran

PEI Polyethylenimin

PLL Poly-L-Lysin

PMB Polymyxin B

PVA Polyvinylalkohol

USP US Pharmacopö


Anspruch[de]
  1. 1. Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüssigen Medien, insbesondere Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien, gekennzeichnet durch kovalent gebundene Liganden für Endotoxine, wobei die Liganden von einem Polymeren getragen werden, das auf der Membran aufgebracht ist.
  2. 2. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 1, gekennzeichnet durch
    1. (a) einen endotoxin-spezifischen Liganden, vorzugsweise Histamin, Histidin, Polyethylenimin, Poly-L-lysin oder Polymyxin B und/oder
    2. (b) einen per se nicht-endotoxin-spezifischen Liganden, vorzugsweise Diaminohexan, Diethylaminoethyl oder Desoxycholat.
  3. 3. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 1 oder 2, gekennzeichnet durch regenerierte Zellulose, Zelluloseacetat, Polysulfon, Polyethylenvinylalkohol oder Polyamid, insbesondere Nylon als Membranmaterial.
  4. 4. Mikrofiltrationsmembran nach einem der vorhergehenden Ansprüche, gekennzeichnet durch ein hydrophiles Polymeres, insbesondere Dextran, Polyvinylalkohol oder modifizierte Zellulose, vorzugsweise Hydroxyethylzellulose.
  5. 5. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß das hydrophile Polymere für sich wasserlöslich oder wasserunlöslich ist.
  6. 6. Mikrofiltrationsmembran nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß das Polymere von der Membran mit Hilfe eines Spacers getragen wird.
  7. 7. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 6, gekennzeichnet durch einen sich von Bisoxiran, Glutardialdehyd, Epihalogenhydrin oder Diisocyanat herleitenden Spacer.
  8. 8. Mikrofiltrationsmembran nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß die Liganden von dem Polymeren mit Hilfe eines Spacers getragen werden.
  9. 9. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 8, gekennzeichnet durch einen sich von Bisoxiran, Glutardialdehyd, Epihalogenhydrin oder Diisocyanat herleitenden Spacer, gegebenenfalls nach oxidativer Aktivierung.
  10. 10. Verwendung einer Mikrofiltrationsmembran gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche zum Entfernen von Endotoxinen aus flüssigen Medien, insbesondere aus Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien.






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