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Dokumentenidentifikation DE102006026591B4 04.09.2008
Titel Verfahren zur Isolierung von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe
Anmelder Fraunhofer-Gesellschaft zur Förderung der angewandten Forschung e.V., 80686 München, DE
Erfinder Xiong, Xin, 70569 Stuttgart, DE;
Mertsching, Heike, 71063 Sindelfingen, DE;
Rupp, Steffen, Dr., 70569 Stuttgart, DE;
Brunner, Herwig, Prof. Dr., 70565 Stuttgart, DE
Vertreter Gleiss Große Schrell & Partner Patentanwälte Rechtsanwälte, 70469 Stuttgart
DE-Anmeldedatum 31.05.2006
DE-Aktenzeichen 102006026591
Offenlegungstag 06.12.2007
Veröffentlichungstag der Patenterteilung 04.09.2008
Veröffentlichungstag im Patentblatt 04.09.2008
IPC-Hauptklasse C07K 14/78(2006.01)A, F, I, 20060531, B, H, DE

Beschreibung[de]

Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Isolierung von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe gemäß den Patentansprüchen.

Stand der Technik

Extrazelluläre Matrices (ECM) oder Trägerstrukturen für die Kultivierung von Zellen, sogenannte Biomatrices, werden meist aus isoliertem Kollagen, das heißt aus kollagenhaltigem Gewebe isolierten Matrixproteinen hergestellt. Vor allem in der regenerativen Medizin spielen solche Biomatrices eine wichtige Rolle. Dabei hat das sogenannte Tissue Engineering zum Ziel, erkrankte, ausgefallene oder verloren gegangene Gewebe- oder Organfunktionen zu unterstützen oder zu ersetzen. Dazu werden in der Regel ex vivo Gewebe- oder Organstrukturen gezüchtet, indem auf bereitgestellten Trägerstrukturen oder Biomatrices mindestens ein gewebespezifischer Zelltyp ausgesät und kultiviert wird. Biomatrix und darauf kultivierte Zellen bilden den Gewebe- oder Organäquivalent oder -ersatz.

Für die Realisierung gewebespezifischer Funktionen ist es notwendig, dass die auf die Biomatrix aufgebrachten Zellen die Matrixproteine reorganisieren beziehungsweise diese neu bilden. Für eine erfolgreiche Kultivierung der Zellen auf solchen Trägerstrukturen ist es deshalb wichtig, dass Matrixproteine vorhanden sind, die möglichst native oder naturidentische Eigenschaften aufweisen.

Bekannte Biomatrices werden meist aus Kollagen hergestellt, welches aus frisch präpariertem kollagenhaltigem Gewebe, beispielsweise Haut oder Sehnen extrahiert, das heißt isoliert wird.

Ein bekanntes Extraktionsverfahren ist die Extraktion mit wässriger Essigsäure. Dieses Verfahren wird in der WO 01/92473 A2 beschreiben. In üblichen Extraktionsprotokollen wird Essigsäure in einer Konzentration von 0,1% bis zu 500 mmol/l eingesetzt. Zur Extraktion von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe, beispielsweise Rattenschwanzsehnen (RTT), wird dieses mit der Essigsäure über einen Zeitraum von 20 Stunden bis 7 Tagen meist bei Raumtemperatur gerührt. Nachteilig ist, dass aufgrund der hohen Viskosität der Kollagenlösung die Endkonzentration an Kollagen in der Extraktfraktion begrenzt ist. Nachteilig ist vor allem, dass die native Struktur der extrahierten Matrixproteine während der Inkubation aufgrund saurer Hydrolyse durch die Essigsäure und aufgrund enzymatischen Verdaus durch meist vorhandene Proteinasen angegriffen und die Matrixproteine dabei teilweise oder vollständig denaturiert werden. Die anschließende Regenerierung der ursprünglichen nativen Kollagenstruktur und die Wiederherstellung der biologischen Funktionen der Matrixproteine sind deshalb begrenzt. Werden die mittels Essigsäureextraktion isolierten und teilweise denaturierten Matrixproteine anschließend noch lyophilisiert, weichen die Eigenschaften des unter Verwendung des Lyophilisats wiederhergestellten Kollagenprodukts stark von nativem Kollagen ab; dass dessen Anwendung zur Kultivierung von gewebespezifischen Zellen weitgehend eingeschränkt ist. Darüberhinaus weisen die aus den mittels Essigsäureextraktion isolierten Matrixproteinen hergestellten Biomatrices weitere Nachteile wie unkontrollierte (meist eindimensionale, vertikale) Schrumpfung auf.

Die Verwendung solcher bekanntermaßen hergestellter Biomatrices für in vitro Testsysteme, beispielsweise zur Testung neuer Wirkstoffe, ist stark eingeschränkt, weil die kultivierten Zellen aufgrund der vorhandenen denaturierten Matrixproteine oft gegenüber einem in vivo- oder in situ-Zustand nachteilig veränderte physiologische und morphologische Eigenschaften und zelluläre Funktionen entwickeln. Die Übertragbarkeit der in vitro Testergebnisse wird so erschwert.

Aus der DE 24 62 222 A1 ist ein lösliches, natives Human-Kollagen sowie ein Verfahren zu dessen Herstellung bekannt. Dieses native Kollagen zeichnet sich dadurch aus, dass es durch teilweises oder vollständiges Abtrennen von nicht helikalen Peptiden modifiziert ist. Zur Extraktion des Kollagens aus dem Gewebe wird unter anderem wässrige Harnstofflösung eingesetzt. Die extrahierten Kollagenfraktionen werden ausgefällt, dialysiert und mittels wässriger Carbonsäurelösung wieder aufgelöst. Zur Präparation des Kollagens sind weitere Herstellschritte wie Salzpräzipitation und Pepsinverdau vorgesehen. Es wird eine saure Kollagenlösung in wässriger Carbonsäure erhalten.

Es besteht der Bedarf an alternativen und verbesserten Mitteln und Verfahren zur einfachen Gewinnung von verbessertem, das heißt weitgehend naturidentischem, isoliertem Kollagen und daraus hergestellten Biomatrices, die die Nachteile des Standes der Technik nicht aufweisen.

Aufgabenstellung

Das der vorliegenden Erfindung zugrunde liegende technische Problem besteht vor allem darin, Verfahren und Mittel zur Herstellung, Gewinnung oder Isolierung von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe bereitzustellen, wobei das isolierte Kollagen einen höheren Anteil an Matrixproteinen mit naturidentischer Struktur aufweist. Ein damit verbundenes weiteres technisches Problem besteht darin, verbesserte Biomatrices bereitzustellen, die für die Herstellung von Organ- oder Gewebeersatz oder -äquivalenten oder in vitro Testsystemen geeignet sind. Ein damit verbundenes weiteres technisches Problem besteht darin, in vitro Testsysteme zur Analyse und Diagnose von Infektionen sowie zur Untersuchung und Testung von oder entarteten oder gentechnisch veränderten menschlichen oder tierischen Zellen, Diagnostika und Therapeutika bereitzustellen, die die vorstehend beschriebenen Nachteile im Stand der Technik überwinden.

Das zugrunde liegende technische Problem wird im Wesentlichen gelöst durch ein Verfahren zur Isolierung von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe nach dem Kennzeichen des Anspruchs 1.

Erfindungsgemäß werden aus dem kollagenhaltigen Gewebe in einem Schritt (a) kollagenhaltige Fasern isoliert und in einem nachfolgenden Schritt (b) die isolierten kollagenhaltigen Fasern in einer wässrigen Harnstofflösung, enthaltend Harnstoff in einer Konzentration von 5 bis 15 mol/l, besonders von 7 bis 12 mol/l, besonders bevorzugt von etwa 9 mol/l, inkubiert, wobei oder wodurch eine kollagenhaltige Fraktion aus den Fasern freigesetzt und herausgelöst wird. Erfindungsgemäß folgt anschließend in einem Schritt (c) das Abtrennen der gelösten kollagenhaltigen Fraktion von Faser- und Geweberesten, sodass eine kollagenhaltige wässrige Lösung erhalten wird. In einem weiteren Schritt (d) wird der Harnstoff von der kollegenhaltigen Fraktion abgetrennt, und in einem weiteren Schritt (e) wird die vom Harnstoff befreite kollagenhaltige Fraktion, bevorzugt in Pufferlösung, renaturiert, sodass renaturiertes isoliertes Kollagen in wässriger Lösung erhalten wird.

Die Erfindung sieht also vor, isolierte kollagenhaltige Fasern im Wesentlichen mit einer hochkonzentrierten Harnstofflösung über einen gewissen Zeitraum zu inkubieren, wobei Kollagen aus dem Gewebe herausgelöst wird. Überraschenderweise erlaubt die erfindungsgemäße Extraktion die Isolierung überwiegend naturidentischer Kollagene, die nach Abtrennen des Harnstoffs in wässrige Pufferlösung quasi vollständig renaturiert werden können. Die zirkuläre Dichroismus-Spektroskopie (DC) der erfindungsgemäß isolierten Kollagenfraktion weist die typische so genannte „Triple-Helices"-Struktur von nativem Kollagen nach, die im DC-Spektrogramm besonders durch ein negatives Band zwischen 217 und 227 nm und gegebenenfalls ein schwächeres negatives Band nahe 200 nm charakterisiert ist. Auch eine UV-spektroskopische Untersuchung (UV) der erfindungsgemäß isolierten Kollagenfraktion zeigt eine charakteristische Aminosäure-Signatur von Histidin bei 213 nm, was ebenfalls auf eine intakte native Proteinstruktur hinweist. Vorteilhafterweise eignet sich UV dadurch auch zur einfachen Quantifizierung der Kollagen ohne dass dazu die als nachteilig bekannten Antikörpertests, die nachteiligerweise oft Kreuzreaktionen zeigen, eingesetzt werden müssen. Ein Gegenstand der Erfindung ist daher auch ein Verfahren zur Isolierung von Kollagen, worin die Konzentrationsbestimmung des Kollagens durch UV erfolgt.

Vorteilhafterweise kann mit dem erfindungsgemäß isolierten Kollagen eine Biomatrix und daraus ein Gewebe- oder Organersatz oder -äquivalent oder ein in vitro Testsystem erhalten werden, das die bekannten Nachteile der, insbesondere eindimensionalen, Schrumpfung nicht mehr aufweist. Die Proliferation von gewebespezifischen Zellen und die Neusynthese von Matrix durch die Zellen aus der Biomatrix erfolgt verbessert oder zumindest im gleichen Maße wie bei mit bekannten Verfahren erhältlichen Biomatrices.

In einer bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens ist das eingesetzte kollagenhaltige Gewebe, woraus in Schritt (a) die kollagenhaltigen Fasern isoliert werden, aus Rattenschwänzen isolierte Rattenschwanzsehnen. In einer alternativen Variante ist das kollagenhaltige Gewebe ein, bevorzugt azellularisierter, Schweinedünndarm.

Bevorzugt wird in Schritt (b) die Harnstofflösung mit den kollagenhaltigen Fasern gerührt. Bevorzugt werden in Schritt (b) die kollagenhaltigen Fasern mit der Harnstofflösung für 12 bis 36 Stunden, besonders bevorzugt für etwa 24 Stunden, vorzugsweise unter Rühren, inkubiert, sodass die kollagenhaltige Fraktion besonders effektiv aus den Fasern herausgelöst wird.

Vorzugsweise wird in Schritt (c) die gelöste kollagenhaltige Fraktion von Faser- und Geweberesten durch mechanische Trennverfahren in an sich bekannter Weise, bevorzugt durch Zentrifugieren, abgetrennt. In einer anderen bevorzugten Variante wird alternativ oder zusätzlich durch Filtrieren abgetrennt.

Für bestimmte Anwendungsgebiete ist es zweckmäßig, in Schritt (c) die gelöste kollagenhaltige Fraktion durch Fraktionierung mittels Gelfiltration abzutrennen und gegebenenfalls aufzutrennen. Anschließend können gegebenenfalls mehrere der aufgetrennten Kollagenfraktionen wieder vereinigt werden. Der Fachmann kann so die für das jeweilige Anwendungsgebiet günstige und/oder gewebespezifische Zusammensetzung der Kollagene wählen.

Bevorzugt wird die isolierte kollagenhaltige Fraktion beziehungsweise die mittels Fraktionierung aufgetrennten Kollagenfraktionen Analyseverfahren unterzogen. Die Charakterisierung der Kollagene findet bevorzugt durch DC statt. In einer weiteren bevorzugten Variante findet die Charakterisierung alternativ oder zusätzlich durch UV statt. In einer weiteren bevorzugten Variante findet die Charakterisierung alternativ oder zusätzlich durch ESI-MS/MS statt. In einer weiteren bevorzugten Variante findet die Charakterisierung alternativ oder zusätzlich durch MALDI-TOF/TOF statt. Die Proteinfraktionen können in an sich bekannter Weise durch eindimensionale beziehungsweise zweidimensionale Gelelektrophoresen, isoelektrische Fokussierung und/oder SDS-PAGE aufgetrennt und isoliert werden.

Um den in der Lösung enthaltenen Harnstoff von der kollagenhaltigen Fraktion zu trennen, wird in Schritt (d) bevorzugt eine Gradientendialyse durchgeführt. Vorzugsweise wird dabei in der Kälte, das heißt bevorzugt bei Temperaturen von 0°C bis etwa 10°C, bevorzugt bei etwa 4°C, und für einen Zeitraum von 4 bis 12 Tagen, vorzugsweise von 7 Tagen, dialysiert. Vorzugsweise wird gegen Wasser dialysiert. Vorzugsweise weist die so hergestellte wässrige Kollagenlösung eine Kollagenkonzentration von etwa 3 bis etwa 8 mg/l auf.

In einer Variante der Erfindung werden die dialysierten Fraktionen auf einen bestimmten Kollagengehalt aufkonzentriert, vorzugsweise um den Faktor 2 oder 3. Die erhaltenen Konzentrate eignen sich besonders für die anschließende Auftrennung im SDS-PAGE, zur weiteren Charakterisierung sowie zur Herstellung kochfester Biomatrices.

Bevorzugt wird die Kollagenfraktion anschließend an dem weiteren Schritt (e) in Phosphat gepufferter Saline (PBS) oder ähnlichen Medien oder Puffersystemen renaturiert. Durch die Renaturierung entwickeln die Kollagene im Wesentlichen alle natürlichen Eigenschaften und nativen Strukturparameter zurück und können so zur Herstellung verbesserter Biomatrices eingesetzt werden.

Die mit dem erfindungsgemäßen Verfahren erhältliche wässrige Kollagenlösung enthält einen hohen Anteil an nicht denaturiertem, nativem Kollagen in wässrigem Medium, besonders einen Anteil am Gesamtkollagen in Lösung von ≥ 50%, insbesondere ≥ 60%, ≥ 70%, ≥ 80%, ≥ 90% oder ≥ 95%, vorzugsweise ≥ 99%. Ein solches Kollagen weist vorzugsweise in der zirkulären Dichroismus-Spektroskopie die charakteristische Triple Helices-„Signatur" der Triple Helices-Struktur (siehe oben) auf.

In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der Erfindung wird die erhaltenen kollagenhaltige Fraktion wässrige Lösung lyophilisiert, sodass ein lagerfähiges trockenes Kollagenpräparat erhalten wird. Wird das so erhaltene lyophilisierte Kollagen anschließend mit Wasser oder einem geeigneten Medium versetzt, entsteht vorteilhafterweise eine nahezu vollständig native dreidimensionale Struktur des Kollagens. Eine Zerstörung der natürlich vorkommenden Triple-Helix-Struktur durch die Lyophilisierung erfolgt nicht. Die wässrige Kollagenfraktion wird dazu in an sich bekannter Weise lyophilisiert, sodass ein trockenes, lagerfähiges Kollagenpräparat erhalten wird. Selbstverständlich ist es auch möglich, die Lösung in gefrorenem Zustand zwischenzulagern, zum Beispiel bei –10°C bis –80°C, vorzugsweise bei etwa –20°C.

Zur Herstellung einer Biomatrix werden zunächst die Schritte (a) bis (e) des erfindungsgemäßen Verfahrens durchgeführt, wodurch eine wässrige Kollagenlösung oder kollagenhaltige Fraktion erhalten wird, und in einem weiteren Schritt (f) die erhaltene Kollagenlösung mit Zellkulturmedium oder ähnlichem in einem Verhältnis von 2:1 bis 1:2, vorzugsweise 1:1, zu einer kollagenhaltigen Matrixvorläuferlösung vermischt werden. Der Kollagengehalt der Lösung beträgt vorzugsweise 3 bis 8 mg Kollagen pro ml Lösung, bevorzugter 5 bis 7 mg Kollagen pro ml Lösung. In einem weiteren Schritt (g) wird die so erhaltene Matrixvorläuferlösung, vorzugsweise bei erhöhter Temperatur, bevorzugt bei 21°C bis 37°C, zu einer kollagenhaltigen Biomatrix geliert. Alternativ wird das Kollagengel durch Auflösen von erfindungsgemäß erhältlichen lypophilisierten Kollagenpräparaten erhalten.

Eine, vorzugsweise gelartige, Biomatrix kann in Kultivierungsverfahren, beispielsweise zur Kultivierung von Zellen eines bestimmten Gewebetyps oder Zellen mehrerer Gewebetypen verwendet werden. Die Kombination aus Biomatrix und darin kultivierten Zellen kann zur Herstellung eines in vitro- Gewebe- oder Organtestsystems verwendet werden.

Unter einer „Biomatrix" wird eine Gelstruktur verstanden, die Kollagen, Zellkulturmedium, Puffer und gegebenenfalls Serum enthält. Bevorzugte Zellkulturmedien sind DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) und M199. Ein bevorzugtes Puffersystem ist Hepes-Puffer. Als Serum wird vorzugsweise fötales Kälberserum (FCS) oder humanes insbesondere autologes Serum verwendet. Der pH-Wert der Lösung aus Zellkulturmedium, Puffer und Serum beträgt in bevorzugter Ausführung 7,5 bis 8,5, beispielsweise 7,6 bis 8,2, insbesondere 7,8. Selbstverständlich kann die Biomatrix je nach Anwendungsgebiet weitere Faktoren, beispielsweise Wachstumsfaktoren, Protesglykane, Glucosaminglykane, Adhäsionsmittel, Antibiotika, Selektionsmittel und andere extrazelluläre Matrixkomponenten enthalten.

Zur Herstellung einer Zellen enthaltenden Biomatrix wird ein, vorzugsweise mehrfach (x-fach) konzentriertes, Zellkulturmedium, Serum und Puffer mit vorkultivierten Zellen versetzt, wobei vorzugsweise 1 × bis 2 × 105 Zellen pro ml, bevorzugt 1,5 × 105 Zellen pro ml, verwendet werden. Anschließend wird, beispielsweise im Verhältnis 1:2 bis 2:1, mit der erfindungsgemäß erhältlichen Kollagenlösung in der Kälte bei 0 bis 10°C, insbesondere bei 4°C, gemischt. Das Mischungsverhältnis (Volumen) von Kollagenlösung zu Zellsuspension (Puffer, Serum, Zellen, Kulturmedium) beträgt vorzugsweise 1:1, wobei bei x-fach konzentrierter Gellösung besonders ein Volumenverhältnis von (x-1):1 Kollagenlösung zu Gellösung bevorzugt wird. Anschließend wird die Suspension in Kulturgefäße pipettiert und nach Gelieren bei erhöhter Temperatur, vorzugsweise bei 37°C, das in der Regel innert weniger Minuten passiert, mit Medium überschichtet (Submers-Kultur). Die Biomatrix kann beispielsweise 2 Tage kultiviert werden. Anschließend können noch zusätzlich Zellen anderer Gewebetypen darauf angesiedelt und kultiviert werden.

Eine bevorzugte Ausführungsform umfasst die Kultivierung tierischer oder humaner Zellen in einer dreidimensionalen gelartigen Biomatrix zur Vermehrung dieser Zellen und zur Herstellung eines dreidimensionalen tierischen oder humanen in vitro-Gewebe- oder Organtestsystems. Die mit den Gewebe- oder Organtestsystemen erzielten Ergebnissen können aussagekräftiger als die mit Tierversuchen ermittelten Ergebnisse sein und eine bessere Übertragbarkeit auf den Menschen gewährleisten. Ein Organäquivalent oder -ersatz enthält die Biomatrix sowie vitale Gewebezellen, insbesondere organspezifische Zellen, die vorzugsweise in und auf oder in und auf der Biomatrix kultiviert sind. In einer besonders bevorzugten Ausführungsform werden humane dermale Fibroblasten in der Biomatrix zur Herstellung eines aus Dermisäquivalent und Epidermisäquivalent bestehenden dreidimensionalen humanen in vitro Hautäquivalentes kultiviert.

Unter "Kultivieren von Zellen" wird ein, vorzugsweise in vitro stattfindendes, Aufrechterhalten der gewebetypischen Lebensfunktionen von Zellen, beispielsweise von Fibroblasten, in einer geeigneten Umgebung, beispielsweise unter Zu- und Abfuhr von Stoffwechseledukten und -produkten, insbesondere auch eine Vermehrung der Zellen. Unter dermalen Fibroblasten werden natürlicherweise insbesondere in der Dermis vorkommende oder gentechnisch veränderte Fibroblasten oder deren Vorläufer verstanden. Fibroblasten stellen die Vorläufer dermaler Fibrocyten dar. Die Fibroblasten können tierischer oder menschlicher Herkunft sein; es können aus Gewebe frisch isolierte Zellen oder Zellen primärer oder gentechnisch veränderter oder transformierter Zelllinien wie WI-38, NIH/3T3, MRC-5 sein. Die Biomatrix enthält die zu kultivierenden Fibroblasten und ein aus der erfindungsgemäß erhältlichen Kollagenlösung neu konstituiertes Kollagengerüst einer Konzentration von 2 bis 5 mg, vorzugsweise 3,5 bis 4,5 mg Kollagen pro ml Biomatrix. Das Kollagengerüst wird aus einer erfindungsgemäß erhältlichen, vorzugsweise zellfreien, Lösung von Kollagen gewonnen, wobei die Proteinkonzentration der Kollagenlösung vorzugsweise 5 bis 7 mg/ml beträgt. Zur Herstellung einer beispielsweise Fibroblasten-haltigen Biomatrix wird die Kollagenlösung in der Kälte, vorzugsweise bei 4°C, mit einer Zelllösung oder -suspension, enthaltend ein, vorzugsweise fünffach konzentriertes, Zellkulturmedium, Puffer, vorzugsweise Hepes-Puffer, Serum, vorzugsweise fötales Kälberserum (FCS), und Chondroitin-(4/6)-sulfat, und Fibroblasten, vorzugsweise in einer Konzentration von etwa 1,5 × 105/ml, versetzt und gut gemischt. Dieses Gemisch wird beispielsweise durch Erhöhung der Temperatur auf Raumtemperatur oder 37°C in etwa 2 Minuten geliert. Nach dem Gelieren der Gele wird vorzugsweise Fibronectin auf die Gele gegeben. Fibronectin vermittelt die Bindung der Zellen an Makromoleküle, beispielsweise Kollagen und die Anheftung an Nachbarzellen. Die anschließende Kultivierung der Fibroblasten im Kollagengel erfolgt vorzugsweise in Submers-Kultur; darunter wird verstanden, dass die Zellen mit einer Nährlösung bedeckt sind. Die Fibroblasten enthaltende Biomatrix wird mit Zellkulturmedium überschichtet und bei 37°C und 5% CO2 unter Standardbedingungen in an sich bekannter Weise kultiviert.

Die in der Biomatrix kultivierten Fibroblasten können wieder aus der Biomatrix herausgelöst und gegebenenfalls erneut in eine Biomatrix eingebracht werden, wobei die Zellen nach Herauslösen ihre spezifischen Stoffwechselleistungen und ihren Differenzierungsstatus nicht verlieren. Das Verfahren gestattet es also, eine Zwischenkultivierung der Fibroblasten in der Biomatrix durchzuführen. Bei einer geringen Ausgangsmenge an Fibroblasten bietet das Verfahren daher den Vorteil, dass genügend Zellmaterial für die Herstellung von Dermisäquivalenten und/oder Hautäquivalenten zur Verfügung gestellt werden kann.

Eine weitere vorteilhafte Ausgestaltung sieht vor, dass dermale Fibroblasten, die in ihrer Funktion, ihrer Morphologie und/oder ihrem Differenzierungsstatus überprüft werden sollen, in eine vorstehend genannte dreidimensionale Biomatrix eingebracht, kultiviert und dabei und/oder danach überprüft werden. Dermale Fibroblasten werden verwendet zu Screening- und Diagnoseverfahren, wobei die Fibroblasten gemäß dem vorstehend beschriebenen Verfahren kultiviert und dabei und/oder anschließend untersucht werden können, zum Beispiel auf pharmakologische, onkologische, toxikologische, physiologische, morphologische und/oder molekularbiologische Parameter. Diese Biomatrix enthält neben den zu kultivierenden Fibroblasten ein aus einer Kollagenlösung konstituiertes Gerüst aus menschlichem oder tierischen Kollagen, also gewebetypische Matrixproteine. Dieses Kollagen-Fibroblasten-Gel wird bevorzugt einer ein- bis zweitägigen Submers-Kultur unterworfen.

In einer weiteren vorteilhaften Ausführungsform werden die dermalen Fibroblasten in der dreidimensionalen Biomatrix, wie vorstehend beschrieben, so kultiviert, dass anschließend ein Dermisäquivalent gewonnen werden kann. Unter einem „Dermisäquivalent" wird eine Bindegewebe-artige Schicht aus Kollagen und Fibroblasten verstanden, die weitgehend der nativen Dermis entspricht. Dazu werden ein bis drei Tage, vorzugsweise zwei Tage, nach der vorstehend beschriebenen Inkubation der Gele Keratinocyten, Stammzellen der Haut oder Vorläuferzeellen der Keratinocyten, vorzugsweise vorkultivierte, undifferenzierte Keratinocyten-Stammzellen, aus bevorzugt humanem Biopsiegewebe auf das Gel ausgesät, mit KBM-Medium überschichtet und einer ein- bis dreitägigen Submers-Kultivierung unterworfen. Eine vollständige Differenzierung der Keratinocytenschichten wird durch eine Airlift-Kultur in etwa 1,8 mmol/l CaCl2 enthaltendem KBM-Medium (ohne hEGF und BPE) erreicht. Unter einer „Airlift-Kultur" wird eine Kultur verstanden, wobei die Höhe des Nährmedienspiegels genau auf die Höhe der Biomatrix abgestimmt ist, während die Keratinocyten oder durch die Keratinocyten gebildeten Zellschichten über dem Nährmedienspiegel liegen und vom Nährmedium nicht bedeckt werden, das heisst die Kultivierung erfolgt an der Grenzschicht Luft-Nährmedium, wobei die Versorgung der Kulturen von unten her erfolgt. Dazu werden die Inserts aus der Mikrotiterplatte mit 24 Vertiefungen in die Vertiefungen einer Mikrotiterplatte mit 6 Vertiefungen mit jeweils einem Durchmesser von 3,5 cm übertragen. Nach einer, vorzugsweise 12- bis 14-tägigen Airlift-Kultur entwickelt sich ein hauttypisches, aus Dermisäquivalent und Epidermisäquivalent bestehendes in vitro-Vollhautmodell, welches für die Testverfahren vorteilhaft eingesetzt werden kann.

Auf die Fibroblasten enthaltende Biomatrix werden danach Keratinocyten oder Keratinocyten-Stammzellen ausgesät. Unter „Keratinocyten" werden Zellen der Epidermis, die verhornendes Plattenepithel bilden, oder gentechnisch veränderte Keratinocyten oder deren Vorläufer verstanden, die tierischer oder menschlicher Herkunft sein können. Da die Ausbildung einer gut differenzierten Epidermis mit intakter Verhornung in starkem Maße vom Anteil basaler Stammzellen in den verwendeten Keratinocyten abhängt, handelt es sich bei den auf das Kollagengel ausgesäten Keratinocyten vorzugsweise um möglichst undifferenzierte Keratinocyten-Stammzellen aus humanem Biopsiegewebe, das heisst Cytokeratin 19- beziehungsweise Integrin &bgr;1-positive basale Stammzellen. Vorzugsweise handelt es sich dabei um vorkultivierte Zellen, besonders bevorzugt um Keratinocyten in der ersten oder in der zweiten Zellpassage.

In besonders bevorzugter Ausführungsform werden vorzugsweise Keratinocyten mit einem vergleichsweise hohen Anteil, beispielsweise 0,5%, 1%, 2%, 5%, 8%, oder 10% an der Keratinocyten-Zellpopulation, oder umfassend nur undifferenzierte Stammzellen, eingesetzt. Unter Verwendung spezifischer Kulturbedingungen, die insbesondere eine mehrtägige Submerskultur und eine nachfolgende mehrtägige Airlift-Kultur des Biomatrix-Systems umfassen, und spezifischer Kulturmedien durchlaufen die Keratinocyten eine Differenzierung zu einer mehrschichtigen Epidermisschicht. Es ist darüber hinaus in einer bevorzugten Ausführung vorgesehen, dass vor, während oder nach der Aussaat der Keratinocyten auch andere Zelltypen und/oder andere Zellen anderer Gewebetypen auf der Biomatrix ausgesät werden können, zum Beispiel Immunsystemzellen. Vorteilhafterweise wird erreicht, dass das Dermisäquivalent im Verlauf der Kultivierungsdauer keinem undefinierten Schrumpfungsprozess unterworfen ist.

Ein hauttypisches, dreidimensionales, vorzugsweise humanes, in vitro-Hautäquivalent, besteht aus einem Dermisäquivalent und einem Epidermisäquivalent. Hauttypische Vollhautmodelle, die auch als in vitro-Hautäquivalente bezeichnet werden, können insbesondere in der Dermatologie und in der Allergologie als Testhaut verwendet werden, um Substanzen, beispielsweise potentielle Arzneimittel oder Kosmetika, oder Agenzien, wie Licht und Wärme, auf ihre pharmakologischen Wirkungen, insbesondere Reiz-, Toxizitäts- und Entzündungswirkungen, und auf ihre Verträglichkeit zu untersuchen.

Darmfibroblasten können mit der Biomatrix zur Herstellung eines aus bevorzugt Caco2-Zellen oder auch Darmepithelzellen oder anderer humaner Zelllinien bestehenden dreidimensionalen humanen in vitro-Darmtestsystems kultiviert werden. Darmfibroblasten sind natürlicherweise, insbesondere im Darmgewebe, vorkommende oder gentechnisch veränderte Fibroblasten tierischer oder menschlicher Herkunft oder deren Vorläuferzellen. Zur Herstellung der Darmfibroblasten-haltigen Biomatrix wird die Kollagenlösung im Volumenverhältnis 1:1, vorzugsweise bei 4°C, mit einer auch als Gellösung bezeichneten Lösung, enthaltend ein, vorzugsweise 2-fach konzentriertes, Zellkulturmedium, Puffer, vorzugsweise Hepes-Puffer, und Serum, vorzugsweise 10%iges Serum, und vorzugsweise 1,5 × 105/ml Darmfibroblasten, insbesondere vorkultivierten Darmfibroblasten, versetzt und gut gemischt. Dieses Gemisch wird durch Erhöhung der Temperatur auf Raumtemperatur oder 37° geliert. Die anschließende Kultivierung der Darmfibroblasten im Kollagengel erfolgt vorzugsweise in Submers-Kultur. Die Fibroblasten enthaltende Biomatrix wird bei 37°C inkubiert.

Ein in vitro Testsystem enthält die erfindungsgemäße Biomatrix und vitale Zellen, die in und auf oder in oder auf der Biomatrix kultiviert sind. Die vitro Testsysteme sind solche, die zur Analyse und Diagnose von durch pathogene und/oder parasitäre Mikroorganismen hervorgerufenen Infektionen und/oder Erkrankungen des menschlichen oder tierischen Körpers eingesetzt werden können, in vitro Testsysteme zur Analyse und Diagnose von entarteten menschlichen und tierischen Zellen, in vitro Testsysteme zur Analyse und Diagnose von gentechnisch veränderten menschlichen und tierischen Zellen und in vitro Testsysteme zur Untersuchung und Testung von Antiinfektiva und Arzneimitteln gegen Tumore, insbesondere Cytostatika, sowie dreidimensionale tierische in vitro-Organ- und Gewebemodelle, insbesondere von für Infektionen anfälligen Geweben, wie Darm, Leber, Haut, Cornea, Trachea und Schleimhäuten.

Zu untersuchende Zellen werden bevorzugt in der bereitgestellten dreidimensionalen, gelartigen, bindegewebsähnlichen Biomatrix kultiviert und können sich dort vermehren. Diese Biomatrix enthält die zu kultivierenden Zellen in einem oder auf einem aus einer Kollagenlösung konstituierten Gerüst aus Kollagen, das heißt gewebetypischen Matrixproteinen. Je nach gewünschtem Gewebetyp können zusätzlich weitere andere Zelltypen, vorzugsweise andere Primärzellen, auf der Biomatrix ausgebracht werden. Unter Verwendung spezifischer Kulturbedingungen und spezifischer Kulturmedien können die bevorzugt in der Biomatrix enthaltenen Zellen und die bevorzugt auf die Biomatrix aufgebrachten anderen Zelltypen eine Differenzierung zu einem mehrschichtigen dreidimensionalen tierischen Gewebe- oder Organtestmodell durchlaufen. Eine solche Cokultivierung des tierischen in vitro-Gewebe- oder Organtestsystems mit einem parasitären oder pathogenen Mikroorganismus bietet die Möglichkeit, sowohl den Infektionsprozess selbst als auch die Abwehrreaktion der entsprechenden organoiden Zellsystemen zu studieren. Beispielsweise können größere Mengen eines infizierten Zellmaterials und des Pathogens selbst gewonnen werden. Das gewonnene Material kann dann mit herkömmlichen histologischen, biochemischen, molekularbiologischen oder immunologischen Verfahren weiter analysiert werden, um beispielsweise morphologische Änderungen infizierter Zellen, die Ausschüttung spezifischer Stoffe durch das Pathogen, wie Toxine oder für auftretende Resistenzen relevante Proteine, oder die Ausschüttung spezifischer Stoffe durch befallene Zellen, wie Interleukine, als Abwehrreaktion genauer zu studieren oder um Transkriptions- und/oder Expressionsprofile zu erstellen, auf deren Basis sich beispielsweise Virulenzfaktoren als Targets für die Entwicklung von Antiinfektiva identifizieren lassen.

Eine bevorzugte Ausführung umfasst auch die Cokultivierung eines hergestellten dreidimensionalen in vitro-Gewebe- oder Organtestsystems mit einem pathogenen oder parasitären Mikroorganismus. Unter „pathogenen oder parasitären Mikroorganismen", hier auch als infektiöse Agenzien bezeichnet, werden sowohl eukaryontische als auch prokaryontische Mikroorganismen, wie Bakterien, Pilze, Protozoen, Viroide, aber auch Prionen oder Viren, verstanden, die einen Makroorganismus, insbesondere einen menschlichen oder tierischen Organismus, befallen und in oder auf Geweben dieses Organismus leben und zu einer Infektion dieses Organismus führen können, jedoch nicht notwendigerweise dazu führen müssen. Der Begriff "Cokultivierung" bedeutet ein, vorzugsweise in vitro stattfindendes, gleichzeitiges Aufrechterhalten der Lebensfunktionen von tierischen Zellen und Mikroorganismen in der gleichen, für beide geeigneten Umgebung, beispielsweise unter Zu- und Abfuhr von Stoffwechseledukten und -produkten, insbesondere auch eine gleichzeitige Vermehrung der Zellen und der Mikroorganismen.

In einer weiteren Ausgestaltung wird unter Verwendung eines erfindungsgemäß hergestellten in vitro-Gewebe- oder Organtestsystems, vor allem in Verbindung mit einem Cokultivierungsverfahren, die Wirkung chemischer Substanzen, insbesondere von Antiinfektiva, oder von Agenzien auf den Infektionsprozess beziehungsweise das Wachstum eines pathogenen Mikroorganismus zu untersuchen. Der Begriff „Agens" soll insbesondere chemische, biologische oder physikalische Mittel, wie Licht oder Wärme, umfassen, die eine potentielle Wirkung auf lebende Zellen ausüben können.

Eine bevorzugte Ausführung umfasst die Analyse entarteter Zellen. Der Begriff „entartet" umfasst alle Veränderungen einer normalen Zelle, beispielsweise Zellpolymorphie, Anisozytose, Kernpolymorphie, Polychromasie, gestörte Kern-Plasma-relation und Aneuploidie, die zu einer gestörten Differenzierung oder zu einer Entdifferenzierung und zu einem deregulierten Wachstum der Zelle führen können, und betrifft insbesondere Zellen maligner Tumore. Aus entarteten Zellen, insbesondere der vorstehend genannten Gewebe oder Organe, wird ein in vitro-Gewebe- oder Organtestsystem aufgebaut, um größere Mengen des entarteten Zellmaterials zu gewinnen. Das gewonnene Material wird mit herkömmlichen Verfahren, beispielsweise histologischen, biochemischen, molekularbiologischen oder immunologischen Verfahren, weiter analysiert, um die Ausschüttung spezifischer Stoffe zu untersuchen und Transkriptions- und Expressionsprofile zu erstellen. An dem aus entarteten Zellen aufgebauten in vitro-Gewebe- oder Organtestsystem wird die Wirkung von Arzneimitteln und von potentiell als Arzneimittel geeigneten Substanzen, insbesondere im Hinblick auf deren Fähigkeit zur Hemmung der Zellteilung, untersucht.

In einer bevorzugten Ausgestaltung werden patientenspezifische entartete Zellen zur Etablierung eines in vitro-Gewebe- oder Organtestsystems verwendet, um Therapiemöglichkeiten für die spezielle Tumorerkrankung des Patienten zu untersuchen.

In einer bevorzugten Ausgestaltung ist die Überprüfung gentechnisch veränderter Zellen, insbesondere der vorstehend genannten Gewebe und Organe, vorgesehen. Der Begriff „gentechnisch veränderte Zellen" umfasst alle Zellen, die mit Hilfe gentechnischer Verfahren manipuliert wurden, wobei entweder Fremd-DNA und/oder -RNA in die Zelle eingeschleust wurde oder die eigene DNA und/oder -RNA, beispielsweise durch Deletionen, Inversionen und Anlagerungen, modifiziert wurde. In einer besonders bevorzugten Ausführungsform ist vorgesehen, im Hinblick auf eine Gentherapie patientenspezifischer Krankheiten gentechnisch veränderte Zellen in vitro zu testen, insbesondere auf deren Funktionalität, wobei ein in vitro-Gewebe- oder Organtestsystem unter Verwendung solcher gentechnisch veränderter Zellen etabliert wird.

Ausführungsbeispiele

Die Erfindung wird durch die nachfolgenden Figuren und Beispiele näher erläutert, ohne dass diese beschränkend zu verstehen sind.

1 zeigt die histologische Darstellung von Fibroblastenkulturen nach 45 Tagen in/auf einer erfindungsgemäß bereitgestellten Biomatrix.

Beispiel 1: Isolierung von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe Isolierung der kollagenhaltigen Fasern

Zur Herstellung einer Kollagenlösung wird als kollagenhaltiges Gewebe Sehnen aus Rattenschwänzen verwendet. Alle Arbeiten werden unter sterilen Bedingungen mit sterilen Materialien durchgeführt. Die Rattenschwänze werden nach Lagerung bei –20°C mit 70%-igem Alkohol oberflächlich desinfiziert. Die Haut der Rattenschwänze wird abgezogen und die einzelnen Kollagenfasern werden herausgezogen. Bei Verwendung anderer Ausgangsgewebe können gegebenenfalls vorhandene Zellen schonend durch mechanische, enzymatische oder chemische Behandlung entfernt werden.

Die Kollagenfasern werden in phosphatgepufferter Saline (PBS) (pH 7,2) gesammelt, in 70%-igem Alkohol etwa 10 min oberflächlich desinfiziert und anschließend gründlich mit PBS gewaschen. Das Gewicht der Fasern wird bestimmt.

Extraktion der Kollagene

Zur Extraktion der Kollagene werden die Fasern in eine hochkonzentrierte Harnstofflösung überführt; die Endkonzentration beträgt 9 mol/l. Dieser Ansatz wird etwa 24 Stunden bei etwa 4°C gerührt. Anschließend werden die nicht gelösten Kollagenteile mittels Zentrifugation (1000 Upm, 1 Stunde, 8°C) entfernt. Das Kollagen liegt nun in Lösung und nicht in Faser-, Gerüst- oder Matrixform vor.

Gel-Filtration

Alternativ zur Abtrennung mittels Zentrifugation wird die Kollagenlösung in einem anderen Ansatz einer Gel-Filtration unterzogen. Dazu werden nach der Extraktion etwa 50 ml der harnstoffhaltigen Kollagenlösung auf eine 1,6 I-Säule (Durchmesser: 6 cm, Höhe: 60 cm) mit einer SuperoseTM 12 (GE Healthcare) entsprechenden Packung aufgebracht und mit einer Durchlaufrate von etwa 25 ml/h eluiert. 100 Fraktionen zu je 10 ml werden gesammelt. Je nach gewünschter Proteinzusammensetzung werden mehrere Fraktionen wieder vereinigt, andere werden verworfen.

Gradientendialyse

Zur Entfernung des Harnstoffs in der Kollagenlösung wird eine Gradientendialyse gegen Wasser durchgeführt. Beginnend mit 9 mol/l Harnstoff wird innerhalb von 7 Tagen bei 4°C auf 0 mol/l Harnstoff in PBS dialysiert. Dabei wird das Kollagen weitestgehend renaturiert wie entsprechende Analysen zeigen.

Lyophilisierung

In einem weiteren Ansatz wird die der Dialyse entnommene harnstofffreie Kollagenfraktion zur Haltbarmachung in an sich bekannter Weise lyophilisiert.

Beispiel 2: Charakterisierung der isolierten Kollagene

Die Struktur der erfindungsgemäß erhältlichen und mittels Gelfiltration fraktionierten und mittels Gradientendialyse gegen Wasser vom Harnstoff befreiten Kollagenproteine wurden biophysikalisch charakterisiert.

CD-Spektroskopie

Die zirkuläre Dichroismus-Spektroskopie (CD) dient der Überprüfung der Proteinstrukturen. Es ergeben sich charakteristische Spektren von so genannten „Triple-Helices". Diese zeigen eine typische „Signatur", welche durch ein kleines negatives Band zwischen 217 und 227 nm und einem gegebenenfalls sichtbaren weniger intensiven negativen Band nahe 200 nm charakterisiert ist. Diese Spektren unterscheiden sich deutlich von CD-Spektren von Kollagenproteinen ungeordneter Struktur ("random coil"), &agr;-Helix oder &bgr;-Faltblattstrukturen. Die Triple-Helix Struktur ist typisch für Kollagen I, welches in wässriger Lösung dominiert; der größte Teil des isolierten Kollagens faltet sich in Wasser zur ursprünglichen nativen Struktur.

In einem weiteren Ansatz wurde erfindungsgemäß erhältliche Kollagen lyophilisiert und anschließend wieder in Wasser gelöst und der CD-Spektroskopie zugeführt. Es zeigt sich, dass auch aus lyophilisiertem Kollagen hergestellte Kollagenlösung die charakteristische Triple-Helix Struktur aufweist. Lyophilisiertes erfindungsgemäß hergestelltes Kollagen zeigt eine hohe Wasserlöslichkeit, ohne dass die native Struktur des Kollagens dabei irreparabel zerstört wird. Diese Eigenschaft konnte bisher mit Kollagen aus natürlichen Quellen nicht erreicht werden.

UV-Spektroskopie

Zur Bestätigung der CD-Ergebnisse wurden UV-Spektren der isolierten Kollagenfration im Bereich von 190 bis 320 nm gemessen. Die UV-Spektren bestätigen die Analyse der CD-Spektren. Zwischen verschiedenen Proteinstrukturen besteht ein Gleichgewicht. So zeigt sich, dass sich bei der Verdopplung der Proteinkonzentration der charakteristische Peak des Spektrums halbiert wurde; das Gleichgewicht verschiebt sich zur alternativen Konformation.

In einem Vergleichsexperiment wurde mittels herkömmlicher Essigsäure-Extraktion erhältliche wässrige Kollagenlösung untersucht. Im Gegensatz zum herkömmlichen Essigsäureextrakt zeigt das erfindungsgemäß erhältliche Kollagen charakteristische Aminosäurereste im UV-Spektrum. Dazu zählen vor allem Histidin bei einer Wellenlänge von 213 nm. Dies erlaubt vorteilhafterweise die direkte Konzentrationsbestimmung des erfindungsgemäß erhältlichen Kollagens mittels objektiver spektroskopischer und photometrischer Verfahren.

Biochemische Charaktierisierung

In einem weiteren Ansatz wurde überprüft, ob das erfindungsgemäß erhältliche Kollagen glycosyliert ist. Durch enzymatischen Verdauung mittels O-Glucanase wurde die eventuell vorhandene O-Glycosylierung abgespalten. Anschließend wurde das so erhältliche Protein durch eine zweidimensionale Gelelektrophorese aufgetrennt und mit Coomassie gefärbt. Die isoelektrische Fokussierung zeigt, dass das erfindungsgemäß erhältliche Kollagen vor Deglucosylierung im pl-Bereich (isoelektrischer Punkt) zwischen 4,5 und 6 lokalisiert. Der theoretisch zu erwartende Wert liegt bei 5,5. Nach Deglucosylierung zeigt sich ein charakteristischer „Schmier", der auf die abgespalteten Zucker hinweist. Trotz Deglycosylierung bleibt der isoelektrische Punkt der Proteine erhalten, das Molekulargewicht reduziert sich entsprechend.

Beispiel 3: Herstellung einer Biomatrix

16 ml Kollagenlösung werden in ein 50 ml-Zentrifugenröhrchen gegeben und auf Eis gestellt. Jeweils 600 &mgr;l werden vorsichtig in die Vertiefung einer Mikrotiterplatte mit 24 Vertiefungen (Durchmesser je Vertiefung 10 mm) gegossen. Durch eine 2-minütige Inkubation bei 37°C erfolgt eine Gelierung des Gemisches.

Vor der Aussaat von darauf zu kultiverenden Zellen wird zunächst vorsichtig das Medium in den Vertiefungen der Mikrotiterplatte und von den Gelen abgesaugt.

Beispiel 4: Herstellung einer Fibroblastenkultur

Zur funktionellen Charakterisierung der gemäß Beispiel 3 hergestellten Biomatrix wurden Fibroblasten auf der Matrix kultiviert. Als Vergleichsansatz wurden nach bekannten Verfahren (Essigsäure-Extraktion) hergestellte Matrices eingesetzt.

Zur Gewinnung der Fibroblasten wurde ein an sich bekanntes Verfahren eingesetzt. Im Einzelnen wurde humane Spenderhaut (Präpuzien) mit Dispase-Lösung inkubiert und anschließend mit Trypsin-Lösung behandelt. Von den enzymatisch vorbehandelten Gewebestückchen wurde die Epidermisschicht abgezogen, die Dermis anschließend mit einem Skalpell zerkleinert und für 30 bis 45 Minuten in Kollagenase Typ 4 (500 U/ml) bei 37°C inkubiert. Anschließend wurde bei 1000 rpm für 5 Minuten unter Absaugen des Überstandes zentrifugiert. Die Pellets wurden in DMEM + 10% FCS resuspendiert und erneut zentrifugiert. Die Pellets wurden nach Absaugen des Überstandes in 2 ml DMEM + 10% FCS aufgenommen und in eine unbeschichtete Zellkulturflasche überführt. Nach einer Kultivierung von ein bis zwei Tagen wurden zusätzlich 10 bis 15 ml DMEM + 10% FCS zugefügt und weiter kultiviert. Alle drei Tage wurde ein Medienwechsel durchgeführt. Die Kultivierung erfolgte in einem Wasserdampf-gesättigten Brutschrank unter üblichen Zellkulturbedingungen (37°C und 5% CO2-Atmosphäre).

Im Vergleichsansatz werden die Fibroblasten passagiert und in einer Konzentration von 1 × 104 Zellen/ml in einer Gelgießlösung (bestehend aus Zellkulturmedium, Serum und Puffer) aufgenommen und in eine mittels Essigsäureextraktion erhältliche Kollagenlösung einpipettiert. Mit Hilfe einer Pipette/Spritze wurde das Gemisch aufgenommen, gleichzeitig gemischt und je 500 &mgr;l in eine 24-Well-Platte pipettiert. Danach erfolgte die Inkubation der Gele bei 37°C für 5 Minuten in einem Brutschrank, um das Ausgelieren der Gele zu ermöglichen. Nach Ausgelieren der Gele wurden diese mit cirka 1,5 ml/Well DMEM + 10% FCS + 1% Gentamycin versetzt und bei Standardzellkulturbedingungen kultiviert. Nach einer Woche wurde im Vergleichsansatz eine starke Schrumpfung der Kulturen beobachtet. Nach einer Kultivierungsdauer von etwa 18 Tagen mussten die Experimente im Vergleichsansatz wegen zu starker Schrumpfung abgebrochen werden.

Im Gegensatz dazu wurde im Ansatz die erhältliche Biomatrix zunächst ausgeliert und anschließend wurde darauf die Zellen nach Passagieren in einer Konzentration von 1 × 104 Zellen/ml in Gelgießlösung als Fibroblasten-Suspension gegeben. Dann wurde in an sich bekannter Weise (siehe Vergleichsexperiment) kultiviert. Nach über 40 Tagen Kultivierungsdauer konnte durch Vitalfärbung bestätigt werden, dass die Fibroblasten gut gewachsen waren. Durch mikroskopische Beobachtung und histologische Verfärbungen (Hämatoxolin-losin) konnte dieses Wachstum auch nach 60 Tagen eindeutig beobachtet und sichtbar gemacht werden. Aus der histologischen Färbung ergibt sich auch, dass die Fibroblasten aus der Biomatrix neue Matrix synthetisiert haben (1).

Beispiel 5: Herstellung eines mehrschichtigen in vitro Hautmodells

Es wurde ein Hautmodell, bestehend aus humanen Fibroblasten und primären Keratinozyten hergestellt.

Die humanen Fibroblasten wurden wie in Beispiel 4 gewonnen. Die Gewinnung der Keratinozyten erfolgt wie folgt: Die aus dem enzymatisch behandelten Gewebestückchen abgetrennte Epidermis wurde einer weiteren Trypsin-Behandlung unterzogen und anschließend mechanisch zerkleinert. Die mechanisch zerkleinterten Epidermispartikel wurden von einem speziellen Keratinozytenmedium aufgenommen und/oder mit Trypsininhibitor abgestoppt. Die Zellen werden anschließend bei 1000 rpm für 5 Minuten zentrifugiert, der Überstand wird verworfen und die Pellets vorsichtig mit 2 ml Keratinozytenmedium resuspendiert und in ein Kulturgefäß überführt. Nach etwa 4 Stunden wird unter sterilen Bedingungen ein Medienwechsel vorgenommen. Der Medienwechsel erfolgt anschließend alle zwei Tage. Die Kultivierung erfolgt in an sich bekannter Weise unter Standardkultivierungsbedingungen (siehe Beispiel 4).

Zur Herstellung des in vitro-Hautmodells wurden die erfindungsgemäß erhältliche Kollagenlösung (siehe Beispiel 1) und eine so genannte Gelgießlösung, bestehend aus Zellkulturmedium, Serum und Puffer, vorgelegt und auf Eis gestellt. Zunächst werden die Fibroblasten passagiert und in einer Konzentration von etwa 1 × 104 Zellen/ml in der Gelgießlösung aufgenommen und sofort luftblasenfrei in die Kollagenlösung einpipettiert. Mit Hilfe einer Pipette/Spritze wird das Gemisch aufgenommen und dabei gleichzeitig gemischt. Je 500 &mgr;l werden in eine 24-Well-Platte mit speziellem Insert (Fa. Nunc) pipettiert. Danach erfolgt die Inkubation der Gele bei 37°C für 5 Minuten in einem Brutschrank. Nach Ausgelieren der Gele werden diese mit cirka 1,5 ml DMEM + 10% FCS + 1% Gentamycin pro Well versetzt und über Nacht bei 37°C inkubiert. Am nächsten Tag erfolgt das Absaugen des Mediums. Auf das Gel werden nun 25 ml Fibronektin in einer Konzentration von 50 &mgr;g/mg pipettiert und das Gel erneut für etwa 30 Minuten in den Brutschrank gestellt.

Danach erfolgt die Aussaat der Keratinozyten. Die Keratinozyten werden dazu aus der vorgenannten Kultur passagiert und je 1 × 105 Zellen/ml in 50 &mgr;l/KMBr + 5% FCS auf die Gele pipettiert. Anschließend wird für 20 Minuten bei 37°C inkubiert. Danach werden die Gele mit KMBr + 5% FCS in einer Submers-Kultur weiterkultiviert. In den nachfolgenden fünf Kultivierungstagen wird die FCS-Konzentration von 5% auf 0% reduziert. Danach erfolgt die Weiterkultivierung der Präparate für 12 bis 14 Tage in luftexponierter Umgebung.


Anspruch[de]
Verfahren zur Isolierung von Kollagen aus kollagenhaltigem Gewebe, dadurch gekennzeichnet, dass man

a) kollagenhaltige Faser aus dem Gewebe isoliert,

b) die isolierten kollagenhaltigen Fasern in einer wässrigen Lösung, enthaltend Harnstoff in einer Endkonzentration von 5 bis 15 mol/l inkubiert, wobei man eine kollagenhaltige Fraktion aus den Fasern herauslöst,

c) die gelöste kollagenhaltige Fraktion von Faser- und Geweberest abtrennt, so dass man eine kollagenhaltige wässrige Lösung erhält,

d) Harnstoff von der kollagenhaitigen Fraktion mittels Gradientendialyse abtrennt, und

e) das Kollagen renaturiert.
Verfahren nach Anspruch 1, wobei man in Schritt e) in Kulturmedium renaturiert. Verfahren nach Anspruch 2, wobei man in Schritt e) in PBS renaturiert. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei das kollagenhaltige Gewebe isolierte Rattenschwanzsehnen ist. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche 1 bis 3 wobei das kollagenhaltige Gewebe azellularisierter Schweinedünndarm ist. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei in Schritt b) die Harnstoffendkonzentration 7 bis 12 mol/l beträgt. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei in Schritt b) die Harnstoffendkonzentration 9 mol/l beträgt. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man in Schritt b) die kollagenhaltigen Fasern mit der Harnstofflösung rührt. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man in Schritt b) die kollagenhaltigen Fasern mit der Harnstofflösung für 12 bis 36 Stunden inkubiert. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man in Schritt c) die gelöste kollagenhaltige Fraktion durch Zentrifugieren und/oder Filtrieren abtrennt. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man in Schritt c) die gelöste kollagenhaltige Fraktion durch Fraktionierung mittels Gelfiltration abtrennt und anschließend gegebenenfalls mehrere Fraktionen wieder vereinigt. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 11, wobei man in Schritt d) in der Kälte für 4 bis 12 Tage gegen Wasser dialysiert. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die in Schritt d) erhaltene wässrige Kollagenlösung einen Kollagengehalt von 3 bis 8 mg/ml aufweist. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man in einem weiteren Schritt die erhaltende Kollagenlösung lyophilisiert.






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